Testung von Impatiens walleriana-Sorten auf Anfälligkeit für Plasmopara obducens

Screening of Impatiens walleriana cultivars for susceptibility to Plasmopara obducens

Material und Methoden

Die Aussaat erfolgte in Klasmann-Tonsubstrat, im Keimblattstadium wurden die Sämlinge pikiert. Für die Vermehrung des Pilzinokulums wurden Sämlinge der hoch anfälligen Sorte Sweetie Zartrosa einzeln in 8er Töpfe pikiert, für die Sortentestung 2 × je 25 Sämlinge pro Sorte in Aussaatschalen der Größe 20 × 20 cm.

Produktion des Inokulums. Zur Gewinnung von frischem Inokulum wurden im ersten Schritt 30 Jungpflanzen ‘Sweetie Zartrosa’ mit einer Suspension tiefgefroren aufbewahrter Sporangien inokuliert. Tiefgefrorene Blätter mit Sporangien wurden sofort nach Entnahme aus dem Gefrierschrank in ein Becherglas mit sterilem deionisiertem Wasser von 22–25°C gegeben. Nach Thines (2009) ist langsames Auftauen für P. obducens ungünstig. Durch manuelles Schütteln wurden die Sporangien von den Blättern gelöst. Drei bis fünf Blätter mit starker Sporangien­bildung in 10 ml Wasser ergaben eine Suspensionsdichte von ca. 10⁵/ml. Die Keimrate der tiefgeforenen Sporangien betrug 29%. Mit einem Feinzerstäuber wurden die Pflanzen per Druckluft gleichmäßig mit 1–2 ml pro Pflanze eingesprüht. Die inokulierten Pflanzen wurden drei Tage in geschlossenen Kleingewächshäusern, deren Boden mit feuchtem Vlies bedeckt war, kultiviert. An weiteren vier bis fünf Tagen wurden die Kleingewächshäuser tagsüber geöffnet und die Pflanzen vor dem erneuten Abdecken mit Wasser eingesprüht. Anschließend folgten zur Förderung der Sporangienbildung wieder drei Tage Inkubation im geschlossenen Kleingewächshaus. Spätestens 14 Tage nach der Inokulation wurde zur weiteren Vermehrung des Pilzes mit den frisch gebildeten Sporangien eine Suspension der Dichte 10⁵/ml hergestellt. Damit wurden erneut Jungpflanzen ‘Sweetie Zartrosa’ inokuliert, um für den Sortentest ausreichend vitales Inokulum zu gewinnen.

Durchführung des Sortentests. Der Sortentest wurde in zwei Versuchswiederholungen in zwei identischen Klima­kammern auf einer Stellfläche von je 10 m² durchgeführt. Im ersten Versuchsansatz hatten die Pflanzen zum Zeitpunkt der Inokulation sechs Laubblätter entwickelt, im zweiten Versuchsansatz zwei bis vier. Das entspricht nach der erweiterten BBCH-Skala den Stadien 11–13 (Meier, 1997). Pro Sorte kamen je Versuchsansatz 2 × 25 Pflanzen in den Test. Zur Inokulation von je 25 Jungpflanzen wurden 5–6 ml Suspension frisch geernteter Sporangien in einer Dichte von ca. 10⁵/ml und einer Keimrate von 69 bzw. 89% mit einem Feinzerstäuber so eingesprüht, dass auch die Blattunterseiten benetzt wurden. Jeweils zwei Schalen à 25 Pflanzen wurden in einem mit Vlies ausgelegten Kleingewächshaus wie oben beschrieben inkubiert (Abb. 1). Die Bonitur erfolgte zwei Wochen nach der Ino­kulation. Es wurde die Anzahl Pflanzen mit Sporangienbildung ermittelt.

Abb. 1. Versuchsaufbau in der Klimakammer.

Ergebnisse

Abb. 2. Oosporen – Oogonium im Blattgewebe. Balken = 25μm.

In Versuch 1 war bei der Hälfte (26) der getesteten Sorten an allen Pflanzen deutliche Sporangienentwicklung zu beobachten, bei weiteren 25 Sorten bildeten sich bei 82–98% der Pflanzen Sporangien. Eine Ausnahme stellte ‘Tempo White’ dar, hier waren nur bei 39% der Pflanzen Sporangienträger auf der Blattunterseite zu sehen. Alle Pflanzen dieser Sorte zeigten aber massive Krankheitssymptome in Gestalt von Blattverfärbungen (Abb. 3).

Abb. 3. Sorte Tempo White mit Abwehrreaktionen.

In Versuch 2 schien der Befall in der Tendenz etwas stärker als in Versuch 1: Bei 43 der 52 Sorten waren an allen Pflanzen die Blätter unterseits nahezu vollständig mit weißem Rasen von Sporangienträgern bedeckt, auch bei der Sorte Tempo White. Allerdings blieben auch im Wiederholungsversuch so wie im ersten Versuch bei einigen Sorten einzelne Pflanzen ohne Symptome (Abb. 4).

Abb. 4. Einzelne gesund aussehende Sämlinge vier Wochen nach Inoku­lation.

Nach den vorliegenden Versuchsergebnissen mit 52 Sorten scheint im aktuellen I. walleriana-Sortiment wenig Resistenzpotential bezüglich P. obducens vorhanden zu sein. Alle geprüften Sorten sind als sehr anfällig einzustufen, auch wenn bei einigen Sorten einzelne Pflanzen visuell befallsfrei blieben. Dies gilt für die genannten Versuchsbedingungen, die so gewählt waren, dass die Entwicklung des Pilzes begünstigt wurde. Möglicherweise würde die eine oder andere Sorte auf Flächen mit geringem Befallsdruck und bei trockener Witterung gut überleben. Eine hoch resistente Sorte zeichnet sich aber dadurch aus, dass sie auch bei starkem Infektionsdruck und unter optimalen Infektionsbedingungen frei von Befall bleibt. Im Bereich der Zierpflanzen ist das unter anderem bekannt aus Resistenztests mit Echtem Mehltau an Begonien, wo sich erfreulich viele widerstandsfähige Sorten im Sortiment fanden (Brielmaier-Liebetanz, 2005).

Das Ergebnis der ersten Sortentestung war im zweiten Versuch gut reproduzierbar. Die statistische Auswertung ergab keinen signifikanten Unterschied zwischen den Sorten und den beiden Versuchswiederholungen. Der in der Tendenz etwas stärker erscheinende Befall im Wiederholungsversuch ist möglicherweise auf eine höhere Keimrate der Sporangien zurückzuführen. Außerdem waren die Sämlinge im Wiederholungsversuch mit zwei bei vier Blättern etwas jünger als im ersten. Im Übrigen ist nicht abgesichert, dass das Saatgut für die beiden Versuche bei allen Sorten aus derselben Partie stammte.

Die Sortentestung sollte immer mit frischen Sporangien durchgeführt werden, da deren Keimrate deutlich höher ist als die tiefgefrorener Sporangien. Je nach Umfang einer geplanten Sortentestung sind somit zwei oder mehr Durchgänge zur Hochvermehrung des Inokulums notwendig. Die Hochvermehrung des Inokulums muss nicht zwangsweise auf der Sorte Sweetie Zartrosa erfolgen. Das Ergebnis des Sortentests zeigt, dass auch andere Sorten dafür geeignet sind. Anstelle der inzwischen nicht mehr auf dem Markt befindlichen ‘Sweetie Zartrosa’ wird am Institut für Pflanzenschutz in Gartenbau und Forst aktuell die Sorte Advantage Rosa verwendet.

Was die einzelnen Pflanzen ohne Symptome in den beiden Sortentestungen anbetrifft, darf nicht der sichere Schluss gezogen werden, dass es sich um resistente Geno­typen handelt. Es könnte auch sein, dass diese Sämlinge beim Einsprühen nicht ausreichend mit Sporangiensuspension benetzt wurden, was allerdings unwahrscheinlich ist. In weiteren Versuchen ist zu klären, ob Klone von augenscheinlich befallsfreien inokulierten Sämlingen nach erneuter Inokulation befallsfrei bleiben.

Die begleitenden mikroskopischen Untersuchungen ergaben, dass die an einigen Sorten auftretenden Blattverfärbungen auf Pigmenteinlagerungen in der Epidermis zurückzuführen sind. Es dürfte sich dabei um eine Abwehr­reaktion der Pflanze auf den Erreger handeln. Da trotz dieser Abwehrreaktion Sporangien gebildet wurden und der Pilz sich damit weiter verbreiten kann, wurden auch solche Pflanzen als anfällig eingestuft.

Der Nachweis, dass sich in den Blättern infizierter Pflanzen rasch Oosporen entwickeln, bestätigt, dass die Gefahr einer Überdauerung von P. obducens groß ist. Mit abfallenden Blättern gelangen die Oosporen in das Substrat von Pflanzgefäßen, auf Stellflächen bzw. in den Boden im Freiland. Ein Nachbau anfälliger Sorten wäre unter diesen Umständen höchst riskant.

Solange keine resistenten Sorten zur Verfügung stehen, sind alle Maßnahmen zu ergreifen, die einem Befall mit Falschem Mehltau entgegenwirken. In der Produktion stehen dabei an erster Stelle die Verwendung von gesundem Ausgangsmaterial, Gewächshaushygiene und die Vermei­dung von Blattnässe. Des Weiteren ist ein sorgfältiges Monitoring auf erste Krankheitsanzeichen durchzuführen, verdächtige Pflanzen sind zu vernichten. Eine Fungizidprophylaxe zur Produktion gesunder Pflanzen ist kritisch zu sehen, da Krankheitssymptome kaschiert werden können. Es besteht die Gefahr, dass latent befallene Pflanzen in den Verkauf gelangen und bei feuchter Witterung einige Zeit nach dem Auspflanzen Krankheitssymptome zeigen. Diese werden meist erst in einem fortgeschrittenen Krank­heitsstadium wahrgenommen, nämlich dann, wenn die ersten Blätter abfallen. Zu diesem Zeitpunkt haben bereits Sekundärinfektionen im Freiland stattgefunden. Auf Frei­landflächen mit nachgewiesenem Befall sollten keine I. wal­leriana nachgepflanzt werden und Pflanzgefäße, die wiederverwendet werden, sind gründlich zu reinigen und zu desinfizieren. Wie lange P. obducens mit Hilfe von Oosporen überdauern kann, ist offen. Erste Untersuchungen dazu zeigten, dass nach einem Jahr noch ein geringes, aber für einen Neubefall ausreichendes Infektionspotenzial vorhanden ist.